球盟会(中国)

针对上述问题，中国科研实验室陈世萱和南昌大学万文兵团队提出了一种具有核-壳结构的微针贴片，微针的外壳嵌入了与铜离子螯合的黑色素纳米颗粒，用于控制细菌感染。微针的核心则填充了丹参酸B微粒，以减少瘢痕形成。体外分析表明，该贴片能够有效清除活性氧（ROS）、抑制细菌生长，并促进成纤维细胞迁移和血管生成。在使用金黄色葡萄球菌感染伤口模型进行的体内实验中，证实了该贴片在加速伤口愈合、减轻炎症和缓解瘢痕形成方面的功效。组织病理学分析和RNA测序突显了该贴片在调节炎症和胶原沉积通路方面的作用，同时促进了平衡的组织再生。该微针将靶向给药与多功能治疗效果相结合，为伤口愈合和疤痕预防给予了一个极具前景的平台。该文章于2026年3月25日以《Multifunctional Microneedle Patch with Antibacterial, Antioxidant, and Pro-Regenerative Properties for Scarless Wound Healing》为题发表于《ACS Nano》（10.1021/acsnano.6c01964）。

图1. 用于无疤痕愈合的核心-壳微针系统的示意图。（A）该微针系统由含有Melanin@Cu的壳层和填充有SalB微球的芯层组成。（B）在光热作用下，MN+M@Cu+SalB顺利获得活性氧（ROS）反应逐步释放Melanin@Cu、Cu+和Cu2+，从而顺利获得抗菌、抗炎微环境以及营养物质的血管生成来促进伤口愈合和组织再生，形成动态愈合级联反应。随着时间推移，逐渐暴露的核心顺利获得缓慢释放SalB微球和透明质酸（HA），促进无疤痕皮肤愈合。

（1）黑色素纳米材料和微球的合成与表征

为制备Melanin@Cu，先从乌贼中提取墨汁，与EDTA搅拌过夜取得黑色素纳米颗粒（MNPs），再将其加入CuCl2溶液中，利用黑色素中酚羟基的螯合特性与铜离子配位合成Cu/黑色素纳米颗粒。SEM（图2A）和TEM（图2B）显示纳米颗粒呈球形、粒径均匀且分散良好，粒径约217±52 nm（图2C）。XPS显示Cu2p_3/2主峰位于933.39 eV，Cu 2p_1/2位于953.26 eV（图2D）。EDS表明纳米颗粒由Cu（6.49%）、C（57.63%）、O（23.57%）和N（17.25%）组成（图2E）。表面电荷从−27.67±0.67变为−18.50±0.624（图2F）。SEM显示微球形态（图2G），粒径0–100 μm（图2H），载药量为9.4%。

图2. 黑色素@Cu和丹参酚酸B的合成与表征。（A）黑色素@Cu的SEM图像。（B）黑色素@Cu的TEM图像及EDS元素分布图像。（C）黑色素@Cu粒径分布。（D）全谱XPS光谱。（E）EDS能谱及元素定量。（F）黑色素和黑色素@Cu的电位值。（G）丹参酚酸B的SEM图像。（H）丹参酚酸B粒径分布。（I）FTIR光谱。

（2）PF-MN贴片的制备与表征

为设计核-壳结构MN贴片，以HA-PBA（0.5%）、PVA（0.5%）与ROS敏感型透明质酸按1:1体积比制备可降解MN壳，并将含Sal B的微球引入透明质酸注入模具形成核心（图3A）。贴片为10×10阵列，针头高600 μm、底径300 μm（图3B）。SEM（图3C）和CLSM（图3D）显示外壳表面呈中空结构，横截面进一步证实核-壳结构（图3E）。荧光显微镜下微针主体呈绿色荧光，微球呈红色荧光且完全整合于主体中（图3F）。机械测试表明MN+M@Cu+SalB强度约45 N，足以穿透伤口，而外壳强度仅10 N（图3G）。

图3. MN+M@Cu+SalB核壳结构的制备过程及表征。（A）顺利获得模具铸造制备MN+M@Cu+SalB阵列贴片的过程示意图。（B）MN+M@Cu+SalB的代表性照片。（C）显示MN+M@Cu+SalB侧视图及放大图的SEM图像。（D）从底视图拍摄的RhodamineB标记的MN+M@Cu+SalB壳层的代表性共聚焦图像。z方向间隔设置为100 μm。（E）核壳结构MN+M@Cu+SalB的代表性图像。RhodamineB标记的壳层（红色）和FITC标记的核心（绿色）。比例尺：30 μm。（F）MN+M@Cu+SalB的代表性图像。比例尺：100 μm。（G）MN+M@Cu+SalB的压缩测试照片及MN壳层和MN+M@Cu+SalB的机械强度。

（3）所开发芯-壳微针中药物扩散的计算模拟

顺利获得计算模拟评估药物在芯-壳微针贴片生物膜层内的扩散情况（图4A、B）。t=0时药物从微针芯层和壳层开始扩散（图4C、D）。当扩散系数为5×10^-12 m²/s时（图4E、F），24 h和36 h外壳在底层（1500 μm）、中层（300 μm）、顶层（600 μm）的药物浓度分别为10.47/12.50、13.12/13.50、16.31/14.71 mol/m³，核心层分别为1.20/3.15、3.40/4.34、7.54/5.86 mol/m³。当扩散系数降至1×10^-12 m²/s时（图4G、H），外壳在各层浓度显著降低，核心层在两个时间点均未释放药物。当扩散系数为5×10^-12 m²/s时，不同平面释放浓度存在差异。当扩散系数为1×10^-13m²/s时（图4K、L），外壳在1500和300 μm处释放可忽略，但在600 μm处24 h和36 h分别释放22.77和25.14 mol/m³。结果表明核-壳微针贴片可在生物膜内实现持续长效的药物递送。

图4. 微针释放计算模拟。（A）构建双层微针模型。（B）使用三个位于不同位置的平行平面（底部，蓝色；中间，绿色；顶部，红色）来评估生物膜不同深度的药物浓度。（C-K）双层微针在不同扩散系数和不同平面的药物浓度彩色图，扩散初始时间t=0（C，D）以及24、36和100小时后的浓度分布（E，G，I，K）。根据不同扩散系数和对应底部、中间和顶部平面的不同平面，取得药物浓度随时间变化的分布（F，H，J，L）。

（4）体外生物相容性、细胞迁移和血管生成的评估

为评估MN+M@Cu+SalB的生物相容性，分别进行了活/死细胞染色和CCK-8实验。如图5A、B所示，与L929细胞共培养1天和3天后，所有组别细胞存活率均超85%，表明其细胞毒性较低。CCK-8实验进一步证实这些样品对细胞增殖无不良影响，印证了其高生物相容性（图5C）。此外，划痕实验中在0、12和24小时监测显示MN+M@Cu+SalB组迁移率更高（图5D、E），Transwell实验显示该组迁移细胞数量更多（图5F、G），且结节数量亦高于其他组（图5H、I）。上述体外研究结果证明MN+M@Cu+SalB具有优异的生物相容性，并具有促进细胞增殖、迁移和血管生成的潜力。

图5. MN+M@Cu+SalB的体外细胞相容性评估及促血管生成迁移。（A）L929细胞在经控制组、MN、MN+M@Cu、MN+SalB和MN+M@Cu+SalB提取物处理1天和3天后的活/死染色代表性图像。（B）存活与死亡细胞比例分析。（C）L929细胞在第1、3、5天的CCK-8分析。（D）L929细胞在不同处理下的刮痕愈合实验图像，取0、12和24小时。比例尺：1mm。（E）刮痕实验后的体外迁移率（n=3）。（F,G）L929细胞经Transwell迁移实验的明场图像及定量结果（n=3）。比例尺：200μm。（H）HUVEC在不同处理下的管形成能力。比例尺：200μm。（I）节点数量的定量结果。

（5）MN+M@Cu+SalB的体外光热性能与抗菌能力

在808 nm NIR（2 W/cm²）照射5分钟期间，MN+M@Cu和MN+M@Cu+SalB表现出显著光热效应，后者温度从16.1升至44.5°C，高于MN+M@Cu的43.5°C（图6A、B）。该贴片经三个NIR循环后仍保持稳定的性能，且最高温度逐渐升高（图6C）。平板计数法显示，NIR照射下MN+M@Cu+SalB对金黄色葡萄球菌和大肠杆菌的抑制率分别达98.36%和99.59%（图6D、E）。SYTO9/PI染色显示该组（NIR+）呈最强红色荧光，表明细菌大量死亡（图6D），SEM显示细菌膜碎裂且严重受损（图6D）。MN+M@Cu+SalB与PTT协同作用显著抑制了细菌活性及生物膜存活率，展现出强效的抗菌及生物膜破坏能力。

图6. MN+M@Cu+SalB的光热表征及体外抗菌能力。（A）控制组、MN、MN+M@Cu、MN+SalB和MN+M@Cu+SalB在近红外照射0、1、2、3、4、5分钟后的红外光热图像。（B）近红外处理后控制组、MN、MN+M@Cu、MN+SalB和MN+M@Cu+SalB的温度量化。（C）控制组、MN、MN+M@Cu、MN+SalB和MN+M@Cu+SalB在重复近红外照射下的温度变化。（D）各组培养的金黄色葡萄球菌（S.aureus）和大肠杆菌（E.coli）的细菌菌落图像、活/死细菌染色图像及扫描电子显微镜（SEM）图像。（E）近红外处理的控制组、MN、MN+M@Cu、MN+SalB和MN+M@Cu+SalB中S.aureus和E.coli的细菌存活率定量分析（n=3）。

（6）感染皮肤上的体内伤口愈合

为评估MN+M@Cu+SalB对金黄色葡萄球菌感染性皮肤创面的治疗效果，采用兔背部创面模型召开实验（图7A）。第0天涂抹治疗制剂后，MN+M@Cu+SalB（+）组显著加速伤口愈合进程，经14天治疗后创面瘢痕形成极少，外观恢复良好（图7B-D）。组织病理学分析进一步证实其疗效，该组显著缩小伤口宽度（图7G），促进表皮更加光滑及真皮陆续在再生，且第14天时真皮厚度明显减薄（图7F），新生表皮和真皮结构与自然皮肤极为相似，表明愈合反应平衡高效。此外，Masson染色显示胶原纤维生成显著增强，呈现结构有序、组织完整性提高的特征（图7E、H）。

图7. 在兔全层创面模型中，MN+M@Cu+SalB（+）的体内疗效。（A）治疗兔背部感染性创面的实验流程示意图。（B）不同治疗组在不同时间点创面愈合的代表性图像。比例尺：1cm。（C）第0天至第14天的创面愈合曲线。（D）伤口愈合率的定量分析（n=3）。（E）不同处理组伤口样本的代表性H&E和马松染色图像。（F-H）伤口愈合评估的各项参数，包括：（F）真皮厚度；（G）伤口宽度；（H）胶原体体积分数（n=3）。

（7）无瘢痕伤口愈合机制的阐明

为探究MN+M@Cu+SalB（+）促进无瘢痕愈合的机制，对兔背部伤口全层皮肤进行RNA-seq分析。PCA显示两组基因表达存在显著差异（图8A），共鉴定出1180个上调基因和1669个下调基因（图8B）。炎症相关DEGs热图显示IL-10上调而IL-1β、IL-1α和TNF下调，表明该治疗可减轻炎症并增强抗炎反应（图8C）。GO和KEGG分析进一步揭示两组在炎症和胶原沉积信号通路方面存在显著差异（图8D、E），富集分析显示促炎和成纤维细胞相关通路下调，而血管生成、免疫调节及胶原降解相关通路上调。免疫验证显示，第7天MN+M@Cu+SalB（+）组的M1/M2比值（0.15±0.02）和IL-10/TNFα比值（0.17±0.05）均显著低于其他各组（图8G-J），证实其抗炎和免疫调节作用。

图8. 组织转录组测序分析。（A）所有样本之间关系的二维主成分分析（PCA）图。（B）MN+M@CU+Sal+N+（MMSN）组与对照组之间的火山图，红色表示上调基因，蓝色表示下调基因。（C）MMSN组与对照组之间炎症相关差异表达基因的热图，红色区域表示上调基因，蓝色区域表示下调基因。（D）KEGG富集分析。（E）这些差异表达基因的GO功能富集分析。（F）上调和下调基因的GO功能富集分析。（G-J）第3天和第7天组织免疫荧光染色及巨噬细胞和相关炎症因子的定量图。

（8）MN+M@Cu+Sal B可抑制兔耳瘢痕形成

为探讨MN+M@Cu+SalB促进无瘢痕愈合的潜力，利用兔耳模型评估其抑制瘢痕形成的能力（图9A）。微针机械强度足以穿透兔耳皮肤，H&E染色显示穿透深度约200 μm（图9B）。对照组第28天出现红色、隆起的增生性瘢痕（图9C），而MN+M@Cu+SalB组则加速愈合并显著抑制瘢痕。H&E染色显示该组表皮更光滑、更薄，接近正常组织（图9D）。瘢痕隆起指数（SEI）显示该组（1.37）显著低于对照组（2.78）、MN+M@Cu组（3.09）和MN+SalB组（1.83）（图9G）。Massson染色显示胶原沉积存在差异（图9E），定量分析表明正常组（78.62%）和MN+M@Cu+SalB组（65.96%）的胶原沉积率显著高于其他组（图9H）。天狼星红染色显示对照组I/III型胶原比值为3.59，而MN+SalB组和MN+M@Cu+SalB组分别降至1.40和1.26，接近正常组（1.31）（图9F、I）。结果表明MN+M@Cu+SalB能有效减轻瘢痕形成，MN介导的递送进一步促进愈合并恢复正常组织结构。

图9. 兔耳上的无疤痕伤口愈合。（B）兔耳微针插入试验及H&E染色。（C）不同处理方式下兔耳伤口在不同时间点的照片。比例尺：4 mm。（D-F）第28天伤口的代表性H&E染色（D）、马松染色（E）和西里乌斯红染色（F）图像。H&E染色图像（上）的比例尺为2 mm，H&E染色图像（放大）和马松染色图像的比例尺为200 μm。Sirius Red染色图像（上）中的比例尺为500 μm，Sirius Red染色图像（下）中的比例尺为100 μm。（G-I）伤口SEI（G）、胶原沉积百分比（H）及I型胶原与III型胶原比值（I）的定量分析（n=3）。